1．1  CLP模型制备方法［4］：雄性SD大鼠，体质量(225±25) g，由武汉大学医学院实验动物中心提供。以200 g/L的乌拉坦(剂量为1 g/kg)腹腔麻醉后，分离左侧股静脉置入22G套管针，连接微量输液泵，持续输注不同浓度的氯胺酮或生理盐水，速率为5 ml·kg－1·h－1。右侧股动脉置管，与压力传导系统和监护仪相连，行直接动脉压监测。于前腹正中切长约2～3 cm口，游离肠系膜和盲肠，以3-0丝线环行结扎盲肠根部，用9号针头于盲端部位穿刺两处，两针孔相距约3 mm，还纳肠管，逐层缝合关腹。术毕皮下注射生理盐水(30 ml/kg)以补充体液丢失，碘伏消毒包扎伤口。

　　1．2 实验分组：20只大鼠随机分为假CLP组、CLP组、氯胺酮Ⅰ组和氯胺酮Ⅱ组，每组5只。假CLP组动物除不行盲肠结扎和穿孔外，其余步骤与CLP组相同；CLP组动物CLP术前30 min开始，持续静脉给予生理盐水5 ml·kg－1·h－1至实验完毕；给氯胺酮Ⅰ组和氯胺酮Ⅱ组动物持续输注氯胺酮5 mg·kg－1·h－1和10 mg·kg－1·h－1。

　　1．3 主要试剂及仪器：氯胺酮(100 mg/2 ml)由江苏恒瑞医药股份有限公司生产；肿瘤坏死因子- α(tumor necrosis factor- α，TNF- α)酶联免疫吸附法(ELISA)试剂盒为美国R&D公司产品；白细胞介素- 6(interleukin- 6,IL-6)ELISA试剂盒为美国Bender公司产品；台式高速低温离心机为德国Heraeus公司产品；超低温冰箱为日本SANYO公司产品；WZS- 50FZ微量输液泵为德国B/Braun公司产品；生命体征监护仪为美国Agilent V24C公司产品；450 nm酶标仪为美国Bio-Rad公司产品。

　　1．4 观察指标及样本采集方法：

　　1．4．1 一般情况及血流动力学监测：观察动物有无萎靡、寒颤、竖毛、腹泻、脓性尿及眼角分泌物增加等表现；并连续监测平均动脉压(MAP)和心率(HR)。术后20 h经股动脉处放血处死，剖腹观察各器官形态学改变。

　　1．4．2 血浆TNF- α及IL- 6浓度检测：分别于CLP后2、5、9和20 h 4个时间点，经右侧股动脉采血1 ml，加入乙二胺四乙酸(EDTA)抗凝管中。4 ℃下3 000×g离心 15 min后，取上清- 70 ℃保存，用ELISA法检测TNF- α及IL- 6水平，操作步骤按试剂盒要求进行。

　　1．5 统计学分析：数据以均数±标准差(x[TX－]±s)表示，SPSS 11.5For Windows 2000软件处理数据。用单因素方差分析(one- may analysis of variance,ANOVA)，独立样本间分析用Bonferroni t检验；P＜0.05为差异有统计学意义。

　　2 结果

　　2.1  血流动力学改变

　　2．1．1 MAP：CLP组、氯胺酮Ⅰ组和氯胺酮Ⅱ组动物MAP均呈持续性下降趋势，在20 h时间点达最低值，分别为(29.00±10.05)mm Hg、(60.40±6.69)mm Hg和(77.60±4.34)mm Hg，与基础值相比分别下降了71.7%、41.5%和 24.7%。在2、4和6 h时间点，假CLP组、氯胺酮Ⅰ组和氯胺酮Ⅱ组与CLP组比较差异均无显着性(P均>0.05)；在8、10和12 h时间点，假CLP组、氯胺酮Ⅱ组与CLP组比较差异均有显着性(P均<0.05)，氯胺酮Ⅰ组与CLP组比较差异无显着性(P>0.05)；在14、16、18和20 h时间点，假CLP组、氯胺酮Ⅰ组、氯胺酮Ⅱ组与CLP组比较差异均有显着性(P均<0.05)； 在20 h时间点，氯胺酮Ⅰ组与氯胺酮Ⅱ组比较差异有显着性(P<0.05)。见图1。

　　2．1．2 HR：CLP组和氯胺酮Ⅰ组HR呈先加快后减慢趋势，氯胺酮Ⅱ组HR比较平稳，18～20 h呈上升趋势。12、16和20 h时间点CLP组、氯胺酮Ⅰ组和氯胺酮Ⅱ组分别达最高值，为(435±15)次/min、(410±19)次/min和(398±8)次min,上升了18.2%、10.5%和7.9%；在20 h时间点，CLP组、氯胺酮Ⅰ组达最低值，分别为(280±12)次/min、(344±25)次/mim,下降了23.9%和7.3%。在2、4、6、8和14 h时间点，各组间比较差异均无显着性(P均>0.05)；在10、12、18和20 h时间点，假CLP组、氯胺酮Ⅰ组、氯胺酮Ⅱ组与CLP组比较差异均有显着性(P均<0.05)；在16和20 h时间点，氯胺酮Ⅰ组与氯胺酮Ⅱ组比较差异均有显着性(P均<0.05)。见图2。

　　2．2 血浆TNF- α及IL- 6水平

　　2．2．1 血浆TNF- α：在2 h时间点,CLP组、氯胺酮Ⅰ组和氯胺酮Ⅱ组TNF- α达峰值水平。在2、5和9 h时间点,假CLP组、氯胺酮Ⅰ组、氯胺酮Ⅱ组与CLP组比较差异均有显着性(P均<0.01)；在20 h时间点，各组间比较差异均无显着性(P均>0.05)；在2 h时间点，氯胺酮Ⅰ组与氯胺酮Ⅱ组比较差异有显着性(P<0.05)。见表1。

　　2．2．2 血浆IL- 6：CLP组、氯胺酮Ⅰ组和氯胺酮Ⅱ组血浆IL- 6水平均呈先升后降的趋势，在9 h时间点达峰值水平。在2 h时间点，各组间比较差异均无显着性(P均>0.05)；在5 h时间点，假CLP组、氯胺酮Ⅰ组、氯胺酮Ⅱ组与CLP组比较差异均有显着性(P<0.05或Ｐ<0.01)；在9 h时间点，假CLP组、氯胺酮Ⅰ组、氯胺酮Ⅱ组与CLP组比较差异均有显着性(P均<0.05)；在9和20 h时间点，氯胺酮Ⅰ组与氯胺酮Ⅱ组比较差异亦均有显着性(P<0.05)。见表2。

　　3 讨论

　　本研究参照Wichman等方法复制败血症或感染性休克动物模型［4］。CLP组动物术后逐渐出现萎靡、躁动、寒颤、竖毛、腹泻、脓性尿及眼角分泌物增加等表现，以手术9 h后更为明显。在20 h时间点处死动物剖腹见腹腔积有血性渗出液，带恶臭；盲肠肿胀变黑，发生坏疽及粘连；空肠肠管胀气；肝、肺充血水肿，尚有瘀点及瘀斑。以上表明感染性休克模型的复制是成功的。CLP模型模拟临床急性肠穿孔和腹膜炎的发病过程，更能反映感染性休克的病理生理变化，利用此模型进行的研究应更具说服力。

　　CLP后MAP进行性下降，9 h降低更显着；HR则呈先加快后减慢趋势；两个氯胺酮处理组MAP和HR的改变均趋于正常，这与Taniguchi等［3］和Koga等［5］利用脂多糖(LPS)诱导大鼠休克模型所观察到的结果基本一致。因氯胺酮本身有心血管兴奋作用，可致血压升高和心率加快，因此，可以部分解释其对感染性休克的保护作用［6］。但氯胺酮的作用可能不仅限于此，关于其拮抗炎性反应的研究屡有报道。?早在1994年日本学者就发现，氯胺酮有抑制LPS诱导的小鼠TNF- α生成能力［7］。到2001年，Hoff等［8］对比研究了氯胺酮和异丙酚对人单核细胞TNF- α mRNA表达的影响，发现二者的作用相反，氯胺酮使单核细胞TNF- α mRNA表达水平降低，而异丙酚则增加其表达。同年，Kawasaki等［９］研究证实，氯胺酮的两种异构体均可抑制超抗原诱导的人全血TNF- α、IL- 6和IL- 8的生成。Wilhelm等［10］则对13例严重败血症患者和13例健康志愿者进行对比研究，发现持续输注5 mg·kg－1·h－1氯胺酮，能显着抑制败血症患者血中促炎性细胞因子TNF- α水平，而抗炎性细胞因子IL- 10则不受影响。Kawasaki等［２］利用LPS和人重组TNF- α诱导人外周血白细胞生成IL- 6和IL- 8，当全血中加入氯胺酮>100 μg/ml时，可显着抑制LPS和人重组TNF-α诱导的IL- 6及IL- 8生成。氯胺酮可明显抑制腹腔感染小鼠血浆TNF- α的水平，降低小鼠死亡率［11］。本研究中所利用CLP模型观察到的结果与上述报道相同，表明氯胺酮的抗感染性休克作用可能主要是通过抑制促炎性细胞因子的释放，从而拮抗过度的炎性反应而实现的。氯胺酮Ⅱ组大鼠血浆细胞因子水平较氯胺酮Ⅰ组低，血流动力学参数也更趋稳定，表明氯胺酮的抗感染性休克效应可能存在着剂量依赖效应。本研究中氯胺酮剂量较人类临床或亚临床剂量相对较高，这可能与种属不同有关。

　　众所周知，TNF- α等促炎性细胞因子受核因子- κB(NF-κB)调控，晚近有报道，氯胺酮对感染性休克动物的保护作用也有可能是通过这一通路起作用［12］。此外，氯胺酮还有可能通过其他机制，如对一氧化氮合酶释放和降解［13］及调节黏附分子［14］而发挥作用。这些方面的研究均有待深入进行。

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　　4 Wichman K A,Bauce A E,Chaudry I H,et al.Sepsis and septic shock:a review of laboratory models and a proposal［Ｊ］.J Surg Res,1980,29:189.

　　5 Koga K,Ogata M,Takenaka I,et al.Ketamine suppresses tumor necrosis factor- alpha activity and mortality in carrageenan- sensitized endotoxin shock model［Ｊ］.Circ Shock,1995,44:160- 168.

　　6 Modig J.Positive effects of ketamine v metomidate anesthesia on cardiovascular function oxygen delivery and survival［Ｊ］.Acta Chir Scand,1987,153:7-13.

　　7 Takenaka I,Ogata M,Koga K,et al.Ketamine suppresses endotoxin-induced tumor necrosis factor alpha production in mice［Ｊ］.Anesthesiology,1994,80:402- 408.

　　8 Hoff G,Bauer I,Larsen B,et al.Modulation of endotoxin- stimulated TNF- alpha gene expression by ketamine and propofol in cultured human whole blood［Ｊ］.Anaesthesist,2001,50:494-499.?

　　9 Kawasaki C,Kawasaki T,Ogata M,et al.Ketamine isomers suppress superantigen- induced proinflammatory cytokine production in human whole blood［Ｊ］.Can J Anaesth,2001,48(8):819- 23.

　　10 Wilhelm W,Bauer I,Raddatz A,et al.Immunomodulating effects of fentanyl and ketamine in severe human sepsis［Ｊ］.ASA Meeting,2001,15(10):A357.

　　11 吴洁莹，杨皓庄，张穗梅，等．氯胺酮对腹腔感染脓毒症小鼠死亡率和肿瘤坏死因子- α的影响［Ｊ］．中国危重病急救医学，2002，14(5)：273-275.

　　12 Sakai T,Ichiyama T,Whitten C W,et al.Ketamine suppresses endotoxin- induced NF- kappaB expression［Ｊ］.Can J Anaesth,2000,47(10):1019- 1024.

　　13 Shimaoka M T,Iida A,Ohara N,et al.Ketamine inhibits nitric oxide production in mouse- activated macrophage- like cells［Ｊ］.Br J Anaesth,1996,77:238- 242.

　　1４Weigand M A,Schmidt H,Zhao Q,et al.Ketamine Modulates the stimulated adhesion mulecule expression on human neutrophils in vitro［Ｊ］.Anesth Analg,2000,90:206- 212.

　　作者单位：430071 武汉大学中南医院麻醉科